Polymers in Medicine

Polim. Med.
Scopus CiteScore: 3.5 (CiteScore Tracker 3.6)
Index Copernicus (ICV 2023) – 121.14
MEiN – 70
ISSN 0370-0747 (print)
ISSN 2451-2699 (online) 
Periodicity – biannual

Download PDF

Polymers in Medicine

2010, vol. 40, nr 1, January-March, p. 3–8

Publication type: review article

Language: Polish

Możliwości wykorzystania materiałów nie ulegających degradacji jako tub w rekonstrukcjach nerwów obwodowych

The possibilities of using a non-degradable materials as conduits in peripheral nerve reconstructions

Jerzy Gosk1,, Piotr Mazurek1,, Paweł Reichert1,, Witold Wnukiewicz1,, Roman Rutowski1,, Roman Rutowski2,

1 Katedra Chirurgii Urazowej, Klinika Chirurgii Urazowej i Chirurgii Ręki, Akademia Medyczna we Wrocławiu

2 Zakład Medycyny Sportu, Akademia Wychowania Fizycznego we Wrocławiu

Streszczenie

Przerwanie ciągłości pnia nerwowego jest wskazaniem do wykonania rekonstrukcji szwem bezpośrednim, lub najczęściej z użyciem wszczepów nerwów autogennych. Alternatywą do stosowania wszczepów nerwowych, może być użycie tub zbudowanych z polimerów ulęgających lub nie ulegających biodegradacji. W pracy przedstawiono możliwości wykorzystania polimerów nie ulegających biodegradacji, zarówno w badaniach eksperymentalnych, jak i praktyce klinicznej. Zwrócono uwagę na zalety tych materiałów, jak również na ograniczenia w ich zastosowaniu. Ponadto przedstawiono kierunki dalszego rozwoju i możliwości wzbogacania tub o czynniki przyspieszające regenerację nerwową, tj. komórki Schwanna, komórki mezenchymalne, substancje neurotroficzne (NGF, GDNF, CNTF, VEGF, PDGF), elementy macierzy pozakomórkowej (kolagen, laminina, fibronektyna) oraz elementy strukturalne ułatwiające regenerację aksonów (filamenty). W podsumowaniu określono cechy, jakie powinna spełniać przydatna w praktyce klinicznej tuba. Wszystko wskazuje na to, że dalsze kierunki badań nad zastosowaniem polimerów w rekonstrukcjach nerwów obwodowych, oparte będą o materiały ulegające degradacji. Rola materiałów nie ulegających degradacji, sprowadzać się będzie do wykorzystania ich jako grup kontrolnych w badaniach eksperymentalnych, oraz w badaniach poszczególnych czynników przyśpieszających regenerację.

Abstract

Rupture of the nerve is indication to perform reconstruction by direct neurorrhaphy or with autogenic nerve grafts. An alternative to using nerve grafts may be employ of an artificial conduits consisted of degradable or non-degradable polymers. in this study we presented the possibilities of using of non-degradable polymers in experimental studies and medical practice. The advantages of these materials were emphasized, but also limitations in its use were described. Directions in future progress and possibilities of enrichment nerve conduits by nerve regeneration facilitating factors such as: Schwann cells, mesenchymal stem cells, neurotrophic factors (NGF, GDNF, CNTF, VEGF, PDGF), extracellular matrix elements (collagen, laminin, fibronectin) and structural elements improving axon regeneration (filaments) were also described. in summary the properties of useful in medical practice neural tube were established. All indicate that future directions of experimental studies on using polymers in peripheral nerve reconstructions will be based on degradable materials. The role of non–degradable materials will be limited to using as control groups in experimental studies and in studies of following nerve regeneration improving factors.

Słowa kluczowe

przerwanie ciągłości nerwu, wszczepy nerwów, materiały nie ulegające degradacji, sztuczna tuba nerwowa

Key words

neurotmesis, nerves grafts, nondegradable materials, artificial nerve conduit

References (38)

  1. Gosk J., Knakiewicz M., Wiącek R . i wsp.: Wykorzystanie kleju fibrynowego w rekonstrukcjach nerwów obwodowych. Polim. Med. (2006), 36 (2), 11–15.
  2. Gosk J., Rutowski R., Wiącek R. i wsp.: Jatrogenne uszkodzenia nerwów kończyn dolnych – przyczyny, zapobieganie, wskazania do leczenia operacyjnego. Chir. Narz. Ruchu ortop. Pol. (2006), 77 (1), 37–41.
  3. Johnson E. o., Soucacos P. N. : Nerve repair: experimental and clinical evaluation of biodegradable artificial nerve guides. int. J. Care injuried (2008), 39S, S30–S36.
  4. Ichichara S., inada y., Nakamura T .: Artificial nerve tubes and their application for repair of peripheral nerve injury: an update of current concepts. int. J. Care injuried (2008), 39S4, S29–S39.
  5. Uzman B.G., Villegas G. M.: Mouse sciatic nerve regeneration through semi-permeable tubes: a quantitative model. J. Neurosci. (1983), 9, 325–338.
  6. Aebischer P., Guenard V., Brace S.: Peripheral nerve regeneration through blind-ended semipermeable guidance channels: effect of molecular weight cutoff. J. Neurosci. (1989), 9, 3590– 3595.
  7. Lundborg G., Longo F. M., Varon S.: Nerve regeneration model and trophic factors in vivo. Brain Res. (1982), 232, 157–161.
  8. Lundborg G., Dahlin L. B., Danielsen N. , et al.: Nerve regeneration in silicone chambers: influence of gap lenght and of distal stump components. Exp. Neurol. (1982), 76,361–375.
  9. Williams L. R., Longo F. M., Powell H. C., et al.: Spatial–temporal progress of peripheral nerve regeneration within a silicone chamber: parameters for a bioassay. J. Comp. Neurol. (1983), 218, 460–470.
  10. Danielsen N., Varon S.: Characterization of neurotrophic activity in the silicone-chamber model for nerve regeneration. J. Reconstr. Microsurg. (1995), 11, 231–235.
  11. Xie F., Li Q.F., Gu B., et al.: in vitro and in vivo evaluation of a biodegradable chitozan-PLA composite peripheral nerve guide conduit material. Microsurg. (2008), 28, 471–479.
  12. Wang K. K., Nemeth i. R., Seckel B. R., et al.: Hyaluronic acid enhances peripheral nerve regeneration in vivo. Microsurg. (1998), 18, 270–275.
  13. ] Chen y. S., Hsieh C. L., Tsai C. C. , et al.: Peripheral nerve reconstruction using silicone rubber chambers filled with collagen, laminin, and fibronectin. Biomaterials (2000), 21, 1541–1547.
  14. Aebischer P., Valentini R. F., Dario P., et al.: Piezoelectric guidance channels enhance regeneration in the mouse sciatic nerve after axotomy. Brain Res. (1987), 436, 165–168 – cyt. za 16.
  15. Fine E. G., Valentini R. F., Bellamkonda R., et al.: improved nerve regeneration through piezoelectric vinylidenefluoride-trifluoroethylene copolymer guidance channels. Biomaterials (1991), 12, 775–780 – cyt. za 16.
  16. Jiang X., Lim S. H., Mao H. Q ., et al.: Current applications and future perspectives of artificial nerve conduits. Exp. Neurol. (2009), doi: 10.1016/j.expneurol.2009.09.009.
  17. Lundborg G., Rosen B., Dahlin L. , et al.: Tubular versus conventional repair of median and ulnar nerves in the human forearm: early results from a prospective, randomized, clinical study. J. Hand Surg. (1997), 22A, 99–106.
  18. Merle M., Dellon A. L., Campbell J. N. , et al.: Complications from silicon-polymer intubulation of nerves. Microsurg. (1995), 10, 130–133.
  19. Braga-Silva J.: The use of silicone tubing in the late repair of the median and ulnar nerves in the forearm. J. Hand Surg. (1999), 24B, 703–706.
  20. Lundborg G., Rosen B., Dahlin L. , et al.: Tubular repair of the median or ulnar nerve in the human forearm: a 5-year-follow-up. J. Hand Surg. (2004), 29B, 100–107 – cyt. za 4.
  21. Stanec S., Stanec Z. : Reconstruction of upperextremity peripheral-nerve injuries with ePTFE conduits. J. Reconstr. Microsurg. (1998), 14, 227– 232.
  22. Francel P. C., Francel T. J., Mackinnon S. E ., et al.: Enhancing nerve regeneration across a silicone tube conduit by using interposed short-segment nerve grafts. J. Neurosurg. (1997), 87, 887–892. He C. L., Chen Z. W., Chen Z. R.:
  23. Enhancement of motor nerve regeneration by nerve growth factor. Microsurg. (1992), 13, 151–154.
  24. Xu X., yee W. C., Hwang P. y. K. , et al.: Peripheral nerve regeneration with sustained release of poly(phosphoester) microencapsulated nerve growth factor within nerve guide conduits. Biomaterials (2003), 24, 2405–2412.
  25. Lee A. C., yu V. M., Lowe J. B., et al.: Controlled release of nerve growth factor enhances sciatic nerve regeneration. Exp. Neurol. (2003), 184, 295–303.
  26. ] Rich K. M., Alexander T. G., Pryor J. C ., et al.: Nerve growth factor enhances regeneration through silicone chamber. Exp. Neurol. (1989), 105, 162–170.
  27. Wood M. D., Moore A. M., Hunter D. A ., et al.: Affinity–based release of glial-derived neurotrophic factor from fibrin matrices enhances sciatic nerve regeneration. Acta Biomater. (2009), 5, 959–968.
  28. Zhang J., Lineaweayer W. C., Oswald T., et. al.: Ciliary neurotrophic factor for acceleration of peripheral nerve regeneration: an experimental study. J Reconstr. Microsurg. (2004), 20, 323– 327.
  29. Hobson M. J., Green C. J., Terenghi G. : VEGF enhances intraneural angiogenesis and improves nerve regeneration after axotomy. Symposium on Mechanism of Ageing and Longevity. London, England, pp. 591–605 – cyt. za 16.
  30. Wells M. R., Kraus K., Batter D. K. , et al.: Gel matrix vehicles for growth factor application in nerve gap injuries repaired with tubes: a comparison of biomatrix, collagen, and methylcellulose. Exp. Neurol. (1997), 146, 395–402.
  31. Nilsson A., Dahlin L., Lundborg G., et al.: Graft repair of a peripheral nerve without the sacrifice of a healthy donor nerve by the use of acutely dissociated autologous Schwann cells. Scand. J. Plast. Reconstr. Surg. Hand Surg. (2005), 39, 1–6.
  32. Chen C. J., ou y. C., Liao S. L. , et al.: Transplantation of bone marrow stromal cells for peripheral nerve repair. Exp. Neurol. (2007), 204, 443–453.
  33. ] Phillips J. B., Bunting S. C., Hall S. M., et al.: Neural tissue engineering: a self-organizing collagen guidance conduit. Tissue Eng. (2005), 11, 1611–1617.
  34. Lundborg G., Dahlin L., Dohi D.: A new type of „bioartificial” nerve graft for bridging extended defects in nerves. J. Hand Surg. (1997), 22B, 299–303.
  35. Itoh S., Takakuda K., ichinose S., et al.: A study of induction of nerve regeneration using biabsorbable tubes. J. Reconstr. Microsurg. (2001), 17, 115–123.
  36. Cai J., Peng X., Nelson K. D., et al.: Permeable guidance channels containing microfilament scaffolds enhance axon growth and maturation. J. Biomed. Mater. Res. (2005), 75, 374–386.
  37. Bunting S., Silvio L. D., Deb S., et al.: Bioresorbable glass fibres facilitate peripheral nerve regeneration. J. Hand Surg. (2005), 30B, 242–247.
  38. Waitayawinyu T., Parisi D. M., Miller B., et al.: A comparison of polyglycolic acid versus type l collagen bioarbsorbable nerve conduits in a rat model: an alternative to autografting. J. Hand Surg. (2007), 32A, 1521–1529.
© Wroclaw Medical University